日本RIBM超高速视频级原子力显微镜HS-AFM实现膜蛋白的直接实时成像

1）膜蛋白的结构形成过程研究

成孔毒素（Pore-forming toxin, PFT）能在靶细胞膜上寡聚化形成穿膜通道, 破坏细胞膜结构并使其渗透性增强而导致细胞渗透性溶解。 PFT寡聚体在细胞膜上可以连接形成密排六方结构（hcp）。

Lysenin是来源于蚯蚓的一种PFT，可在鞘磷脂/胆固醇（SM/chol）双层膜结构中寡聚化并形成hcp。实验中，研究人员使用了日本RIBM的超高速视频级原子力显微镜（HS-AFM），对SM/chol双层膜结构中lysenin寡聚体组装成hcp的动态过程进行了实时成像，发现了hcp结构形成的规律。

研究人员将lysenin与SM/chol双层膜结构在云母为基底的环境下共同培养后使用HS-AFM进行成像。下图显示了lysenin寡聚体形成的hcp在膜结构上的分布。白色六边形表示一个hcp单元，箭头表示未完全形成的寡聚体。通过计算可以获得Hcp单元的间距和寡聚体直径等数据，与之前使用电镜的研究获得的数据一致。

通过HS-AFM还可以获得lysenin寡聚体的三维图像。对各个寡聚体的高度数据进行统计，可以发现高度分布主要为两种，高度较低的寡聚体已经嵌入了膜结构中，并可能形成了核孔。

接下来研究人员对400×300nm区域内的SM/chol双层膜结构上的lysenin组装过程进行了动态成像。图A展示了lysenin簇的形成并可以检测簇的增长方向（图B），Z终组装形成hcp结构。 

在黑色的云母基底上也能观察到lysenin，分析双层膜结构上和基底上的lysenin半径大小可以得出，双层膜结构上的lysenin形成了寡聚体进而组成hcp结构，而基底上的lysenin处于单体或不规则聚集形态，无法形成寡聚体，这也与之前的研究结果一致。

对视野内的lysenin簇如B图进行划分并进一步分析可以得出：

1. Lysenin形成单个簇后，在双层膜上水平扩散，聚集排列形成hcp结构；

2. 新形成的簇会组成新的矩形排列（彩色矩形）或填充到已有的矩形排列的空缺处，有些已经形成的簇会在膜上扩散或分解；

3. 矩形排列的方向可变（如Z上方红色矩形）；

4. 绝大多数Lysenin簇在装配开始就会聚集形成簇，而不是随机分布在膜上。

HS-AFM还可以在更高的放大倍数下以更高速率成像，以实现对lysenin簇组装成hcp结构的动态进行更详细的检测。

通过对结果的分析可以得出，大部分从外围结合到hcp结构区域的簇会以平均0.45秒的时间分解，而已经形成hcp结构的则相对更加稳定，可能原因是内部的lysenin寡聚体相互之间具有更多的结合位点，更难以分解。

小结：高速AFM成像可用于lysenin形成hcp结构的动态过程的研究。lysenin簇于膜上形成，经过大量的分解\重组和扩散形成hcp结构，随着膜上hcp数量的增多而趋向于稳定。同时，我们还可以获得簇的高度信息，用于表征lysenin与膜的结合以及穿膜通道的形成。

 2）膜蛋白的结构形成机制研究

膜联蛋白（Annexin）是于真核细胞的细胞质内普遍存在的一种蛋白，与多种细胞膜功能相关，如胞吞、胞吐以及离子转运等。膜联蛋白在钙离子环境下可结合至磷脂，进行细胞膜修复等作用，但至今对于膜联蛋白-钙离子-磷脂三者的组装与分解的动态过程的研究仍处于空白。

这项研究中，研究人员使用日本RIBM的超高速视频级原子力显微镜（HS-AFM）引导了膜联蛋白V（A5）的组装与分解并进行成像，分析了过程中的蛋白结构，动力学和分子间相互作用。

研究人员首先将双层脂膜加入含2mM钙离子的缓冲液，再加入A5并用HS-AFM成像。可以观察到A5三聚体在膜上形成了六边形晶格结构（标记1），并在中间含有纵向高度更低的三聚体（标记2）或者空洞（标记3），这与先前使用其他AFM和电镜的结果相一致。 

HS-AFM可以进行每秒几十帧的更高速度的成像。对上图中标记2的区域进行高速成像，三聚体依然保持了相似的尺寸和高度。在高速成像下，研究人员首次发现三聚体的方向会发生变化：向上（0°）和向下（60°）。此A5三聚体与其他形成了六边形晶格结构的三聚体相比，分子间相互作用更弱，使其能够改变方向。

传统的AFM和电镜获得的图像是时间或空间的平均图像，无法记录极短时间内的变化，因此难以发现三聚体方向的改变。通过HS-AFM的高速实时成像才发现并捕捉到了这一现象。

HS-AFM还可以与微流系统和激光等其他仪器结合，在实验过程中对样品和环境进行更多操作并实时成像，可以对两种A5三聚体的组装与分解进行更加深入、详细的研究。

研究人员使用微流系统可向实验环境加入EDTA,可以降低钙离子含量，使三聚体形成的晶格结构分解，同时，通过精确控制的流量可以jing准地计算出加入EDTA的含量进行定量分析；整合的高精度紫外激光，可以对钙离子笼锁化合物进行解笼锁操作，使其在实验过程中可以多次反复释放钙离子。

起初，我们可以清晰地观察到晶格结构；277s时缓慢加入40mM EDTA后，晶格结构分解；441s时启动紫外激光，解笼锁发生释放出钙离子，晶格结构重新组装；870s时关闭激光，晶格结构再次开始分解。

进一步提高放大倍数后进行高分辨率成像，可以发现加入EDTA后，非六边形晶格的A5三聚体相对于形成了六边形晶格结构的三聚体分解更快，对于钙离子含量下降更加敏感。

小结：通过HS-AFM的高速、高分辨率成像以及与其他仪器的联用，在体外构建了实时生化反应环境，在对蛋白结构直接成像的同时，发现了构成膜联蛋白结构的两种不同状态的蛋白三聚体的差异，同时证明了钙离子在蛋白组装过程中的必要性。

3）膜蛋白的跨膜运动机制研究

谷氨酸盐跨膜转运蛋白（GltPh）的主要作用是通过跨膜转运谷氨酸盐，将突触间隙的谷氨酸盐浓度保持在兴奋性毒性以下，防止神经元死亡导致神经系统疾病如癫痫、老年痴呆等。

GltPh如右图所示，由一个固定在膜上的三聚体结构域（橙色）和一个转运结构域（蓝色）组成。在有钠离子和谷氨酸的环境下，转运结构域可移动至膜的对侧来转运谷氨酸盐；在无基底的环境下，转运结构域也可以跨膜移动。

之前，GltPh的直接动态成像很难实现，RIBM的超高速视频级原子力显微镜（HS-AFM）攻克了这一难关，向我们展示了GltPh的跨膜升降运动。

实验开始前，研究人员将GltPh纯化后与脂类组成的囊泡整合成跨膜结构，并用HS-AFM观察。

在无基底的环境下，GltPh的三聚体结构清晰可见。当每个转运结构域暴露在胞外的部分朝向显微镜的探针，即处于上升（up）状态，突出的部分形成了一个三角形，中间则形成空洞（t=57s）；每个转运结构域也可朝向胞内（t=58s），此时处于下降（down）状态。

环境中单独加入钠盐时，GltPh处于上升状态的平均时间为33s，这意味着GltPh仅结合Na+离子时跨膜运动受到YZ。

加入充足的钠盐和谷氨酸，使环境浓度达到饱和后，GltPh处于上升状态的平均时间为 11.1 s，开始进行活跃的跨膜转运活动。

以上的结果证实了，当Na+和谷氨酸同时存在或缺失时，GltPh的跨膜运动相对于仅有Na+时更加活跃，GltPh是Na+和谷氨酸的协同转运载体。

 HS-AFM在进行高速成像的同时，保持了很高的空间分辨率，可以清晰地分辨三聚体的每一个结构域，使得我们可以对不同结构域运动之间的关系进行研究。

我们针对一个GltPh三聚体，通过视频统计的数据计算了其处于不同状态（结构域处于上升状态的数量）的概率，结果与使用自由能公式计算出来的概率一致。

进一步对结构域运动的关系进行统计，可以得出三聚体的结构域之间运动是相互独立的，这也直接验证了之前的研究结果。

小结：使用HS-AFM获得的高空间&时间分辨率的视频级图像，可以准确地反应生物大分子的运动状态，用于精确定量研究。