急求：做鼠细胞培养实验的具体步骤

原代细胞培养吗？
你看看这个：
1. 组织修剪、漂洗：修剪去除血管等杂组织，D—Hanks液中漂洗数次，以除去血块等。
2. 剪切：将心室肌用锋利的眼科剪反复剪切组织至剪成1～2mm3小块，在剪切过程中，可以适当向组织中滴加1～2滴培养液，以保持湿润。
3. 消化：将组织小块转移至100ml的玻璃瓶中，再加入30～50倍组织量并预温37℃的0.08%胰酶消化液，37℃摇床消化6min左右。
4. 细胞分离：消化完毕，用吸管轻轻吸吹几下，使组织小块散开，静置2min后，吸取上面的混悬液（弃去第1次的混悬液），经140目尼龙网膜过滤至盛有终止液试管中，1000rpm，离心10分钟，弃去上清，加适量的培养液悬混。在装有组织小块的玻璃瓶中再加入30～50倍组织量并预温37℃的0.08%胰酶消化液，重复第4、5步骤，直至大部分组织小块消失。
5. 细胞计数：将上述获得的细胞悬液，吸出少许，适当稀释，加台盼蓝溶液染色，用红血球计数板计数活细胞和死细胞，计算细胞密度和存活率。
6. 细胞接种：将细胞接种至30ml的培养瓶中，每瓶6×105，用含15%小牛血清的DMEM培养液培养。
7. 培养：5%CO2、37℃培养箱培养12h，显微镜下可见细胞贴壁，呈多角形，培养24h，镜下见细胞已连结在一起，部分细胞开始搏动。
8. 换液：培养3～5d，细胞换液。

好久没看书了，具体我忘了
百科中查的，记得大致是这样
取动物胚胎或幼龄动物器官、组织。将材料剪碎，并用胰蛋白酶（或用胶原蛋白酶）处理（消化），处理形成单个细胞，将单个的细胞放入培养基中配成一定浓度的细胞悬浮液。悬液中分散的细胞很快就贴附在瓶壁上，成为细胞贴壁。当贴壁细胞分裂生长到互相接触时，细胞就会停止分裂增殖，出现接触YZ。此时需要将出现接触YZ的细胞重新使用胰蛋白酶处理。再配成一定浓度的细胞悬浮液。另外，原代培养就是从机体取出后立即进行的细胞、组织培养。当细胞从动植物中生长迁移出来，形成生长晕并增大以后，科学家接着进行传代培养，即将原代培养细胞分成若干份，接种到若干份培养基中，使其继续生长、增殖。通过一定的选择或纯化方法，从原代培养物或细胞系中获得的具有特殊性质的细胞称为细胞株。当培养超过50代时，大多数的细胞已经衰老死亡，但仍有部分细胞发生了遗传物质的改变出现了无限传代的特性，即癌变。此时的细胞被称为细胞系。